Clivage, morula et formation du blastocyste

Le développement précoce des mammifères débute par une série de divisions de segmentation hautement coordonnées qui transforment le zygote fécondé en un embryon préimplantatoire multicellulaire tout en maintenant un volume embryonnaire pratiquement constant. Chez la souris, la première division de segmentation survient environ 20 à 24 heures après la fécondation, suivie de divisions successives toutes les 10 à 12 heures, tandis que chez l'être humain, le développement est plus lent et l'embryon atteint généralement le stade de 8 cellules vers le troisième jour suivant la fécondation (Rossant & Tam, 2009 ; Cockburn & Rossant, 2010). Au cours de ces premiers stades de clivage, le contrôle du développement passe progressivement des ARN messagers et protéines d'origine maternelle au génome embryonnaire par l'intermédiaire de la transition materno-zygotique (MZT). L'activation majeure du génome zygotique intervient principalement au stade 2 cellules chez la souris, mais entre les stades 4 et 8 cellules chez l'Homme, déclenchant un remodelage transcriptionnel de grande ampleur indispensable à la poursuite du développement embryonnaire (Petropoulos et al., 2016 ; Shahbazi, 2020).

La progression du cycle cellulaire au cours des stades de segmentation embryonnaire se caractérise par des phases S et M rapides, associées à des phases G très courtes, permettant une augmentation du nombre de blastomères sans croissance du volume embryonnaire. Parallèlement, les blastomères acquièrent progressivement une polarité apico-basale grâce à la localisation asymétrique des protéines PAR, de la protéine kinase C atypique (aPKC) et des complexes corticaux associés. Cette polarisation établit des domaines membranaires apicaux et basolatéraux distincts qui influencent ensuite l'orientation du fuseau mitotique, le caractère symétrique ou asymétrique des divisions cellulaires ainsi que l'allocation des lignées cellulaires (Rossant & Tam, 2009 ; White & Plachta, 2020). Les jonctions d'adhérence médiées par l'E-cadherin renforcent progressivement l'adhérence intercellulaire et initient la compaction embryonnaire, l'un des premiers événements morphogénétiques du développement des mammifères. Des études fonctionnelles ont démontré que la perturbation de l'E-cadherin compromet l'adhérence des blastomères, l'établissement de la polarité cellulaire et la morphogenèse ultérieure du blastocyste (Cockburn & Rossant, 2010).

À partir du stade 8 cellules, la voie de signalisation Hippo devient de plus en plus sensible à la polarité et à la position des cellules. Dans les blastomères externes polarisés, la signalisation Hippo est inhibée, permettant à la protéine associée à Yes (YAP) de s'accumuler dans le noyau, où elle s'associe aux facteurs de transcription TEAD afin d'activer les gènes caractéristiques du trophectoderme. À l'inverse, l'activation de la voie Hippo dans les blastomères internes dépourvus de polarité induit la phosphorylation de YAP et sa rétention cytoplasmique, maintenant ainsi les programmes transcriptionnels associés à la pluripotence, notamment OCT4, SOX2 et NANOG, tout en inhibant la différenciation du trophectoderme (White & Plachta, 2020 ; Leung & Zernicka-Goetz, 2013). Ces mécanismes régulateurs établissent le cadre moléculaire de la première décision de destinée cellulaire et ont été largement caractérisés à l'aide de modèles d'invalidation génique conditionnelle, de microscopie de fluorescence sur cellules vivantes et d'approches de traçage des lignées cellulaires. Les protocoles expérimentaux associent généralement le milieu KSOM ou le milieu Global pour la culture embryonnaire en FIV à des analyses d'immunofluorescence utilisant des anticorps anti-E-cadherin, anti-aPKC, anti-YAP, anti-OCT4 et anti-NANOG, tandis que la préparation de bibliothèques RNA-seq permet une caractérisation à haute résolution des modifications transcriptionnelles survenant tout au long du développement préimplantatoire (Gerri et al., 2020 ; White & Plachta, 2020).

À la suite de la compaction, l'embryon entre dans le stade de formation de la morula, au cours duquel les blastomères s'organisent progressivement en deux populations distinctes : des cellules externes et des cellules internes. Les cellules externes polarisées mettent en place des jonctions serrées continues contenant ZO-1, l'occludine et les claudines, établissant ainsi une barrière de perméabilité indispensable à l'accumulation ultérieure de liquide (Fleming et al., 2000). Simultanément, les divisions cellulaires asymétriques augmentent le nombre de cellules internes apolaires, protégées du milieu extérieur. Selon le modèle « inside-outside », la position des cellules agit en synergie avec la signalisation Hippo dépendante de la polarité pour déterminer l'identité des lignées cellulaires. La localisation nucléaire de YAP dans les cellules externes active la transcription dépendante de TEAD4 et favorise l'expression de CDX2, conduisant à la spécification du trophectoderme (TE), tandis que l'activation de la voie Hippo dans les cellules internes exclut YAP du noyau et maintient l'expression de OCT4, SOX2 et NANOG, préservant ainsi la pluripotence de la masse cellulaire interne (MCI) (Cockburn & Rossant, 2010 ; White & Plachta, 2020). Des études génétiques ont démontré que l'inactivation des composants de la voie Hippo ou de TEAD4 empêche la différenciation normale du trophectoderme, tandis qu'une altération de la fonction de l'E-cadherin compromet la compaction et l'organisation épithéliale. L'imagerie de cellules vivantes couplée à des rapporteurs fluorescents des protéines de polarité et des marqueurs de lignage a par ailleurs révélé que la spécification des destinées cellulaires demeure dynamique tout au long du stade morula et n'est pas irréversiblement déterminée à la suite d'une seule division cellulaire (Gerri et al., 2020 ; White & Plachta, 2020). Ces approches sont couramment complétées par des marquages en immunofluorescence utilisant des anticorps anti-ZO-1, anti-CDX2, anti-YAP et anti-OCT4 afin de quantifier l'allocation des lignées cellulaires au cours de la culture expérimentale des embryons.

Le développement du blastocyste débute lorsque le trophectoderme externe se différencie en un épithélium fonctionnel de transport capable de générer la cavité blastocœlique. La Na⁺/K⁺-ATPase basolatérale établit des gradients osmotiques en transportant activement les ions sodium vers les espaces intercellulaires, tandis que les aquaporines facilitent l'entrée rapide de l'eau, conduisant à la cavitation du blastocèle (Watson et al., 2004). La maturation progressive des jonctions serrées limite les fuites paracellulaires et permet le maintien d'une pression hydrostatique suffisante pour assurer l'expansion du blastocèle. Parallèlement, des réseaux transcriptionnels réciproques stabilisent l'identité des différentes lignées cellulaires : CDX2 maintient la différenciation du trophectoderme, tandis que SOX2, OCT4 et NANOG assurent le maintien de la pluripotence au sein de la MCI, à partir de laquelle peuvent être dérivées les cellules souches embryonnaires (Rossant & Tam, 2009 ; White & Plachta, 2020). Chez la souris, des études fonctionnelles ont montré que l'inactivation de Cdx2 altère l'intégrité du trophectoderme malgré une segmentation normale, tandis que la déficience en Tead4 empêche la maturation épithéliale et la formation du blastocèle, démontrant que la spécification des lignées cellulaires et la morphogenèse sont étroitement interconnectées (Cockburn & Rossant, 2010). Les analyses transcriptomiques à l'échelle de la cellule unique du blastocyste humain ont par ailleurs mis en évidence la ségrégation progressive des lignées du trophectoderme, de l'épiblaste et de l'endoderme primitif, révélant à la fois des mécanismes de régulation conservés et des particularités propres à l'espèce humaine (Petropoulos et al., 2016). En assistance médicale à la procréation, la formation réussie du blastocyste constitue l'un des principaux indicateurs de la qualité embryonnaire et correspond au stade utilisé pour le test génétique préimplantatoire des aneuploïdies (PGT-A), la cryoconservation et le transfert embryonnaire. Les protocoles expérimentaux associent couramment le milieu Blastocyst Medium, des anticorps anti-CDX2, anti-NANOG, anti-OCT4, anti-ZO-1 et anti-YAP, à des colorants d'imagerie sur cellules vivantes, des plateformes de séquençage ARN, des kits de cryoconservation embryonnaire et des technologies de PGT-A afin d'évaluer le potentiel de développement et la capacité d'implantation des embryons. La poursuite de l'étude de ces mécanismes moléculaires conservés demeure essentielle pour la biologie du développement, la médecine régénérative, la dérivation de cellules souches embryonnaires et l'optimisation des systèmes de culture embryonnaire en FIV.

Références

1.Rossant J, Tam PPL. Blastocyst lineage formation, early embryonic asymmetries and axis patterning in the mouse. Development. 2009;136(5):701–713.

2.Cockburn K, Rossant J. Making the blastocyst: lessons from the mouse. Journal of Clinical Investigation. 2010;120(4):995–1003.

3.White MD, Plachta N. Specification of the First Mammalian Cell Lineages In Vivo and In Vitro. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 2020;12(4):a035634.

4.Gerri C, McCarthy A, Alanis-Lobato G, et al. Initiation of a conserved trophectoderm program in human, cow and mouse embryos. Nature. 2020;587(7834):443–447.

5.Petropoulos S, Edsgärd D, Reinius B, et al. Single-cell RNA-seq reveals lineage and X chromosome dynamics in human preimplantation embryos. Cell. 2016;165(4):1012–1026.

6.Nishioka N, Inoue K, Adachi K, et al. The Hippo signaling pathway components Lats and Yap pattern Tead4 activity to distinguish mouse trophectoderm from inner cell mass. Developmental Cell. 2009;16(3):398–410.

7.Hirate Y, Hirahara S, Inoue K, et al. Polarity-dependent distribution of angiomotin localizes Hippo signaling in preimplantation embryos. Current Biology. 2013;23(13):1181–1194.

8.Fleming TP, Papenbrock T, Fesenko I, Hausen P, Sheth B. Assembly of tight junctions during early vertebrate development. Seminars in Cell & Developmental Biology. 2000;11(4):291–299.

9.Watson AJ, Natale DRC, Barcroft LC. Molecular regulation of blastocyst formation. Animal Reproduction Science. 2004;82–83:583–592.

10.Shahbazi MN. Mechanisms of human embryo development: from cell fate to tissue shape and back. Development. 2020;147(14):dev190629.